Leçons d'anatomie générale sur le système musculaire, par L. Ranvier,... recueillies par M. J. Renaut
Paris : aux bureaux du "Progrès médical"
Université Paris Cité. BIU Santé Médecine, inv. 35856
Université Paris Cité. BIU Santé Médecine
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0001 - Page sans numérotation - [Première de couverture]
Fig. 1. Coupe transversale de l'embryon de poulet vers la 50° heure de l'incubation
Fig. 2. Une cellule vaso-formative développée dans une tache laiteuse du grand épiploon du lapin
Fig. 3. Coupe de la poche ou corps de l'hydre d'eau douce. L'ectoderme, le mésoderme sont superposés de haut en bas/ Fig. 4. Cellules névro-musculaires de l'hydre d'eau douce, d'après Kleinenberg
Fig. 5. Faisceaux primitifs rompus, laissant voir la sarcolemme au niveau de leur rupture. La figure inférieure montre l'aspect produit par l'action de la potasse
Fig. 6. Faisceau musculaire de la patte d'une mouche et son tendon d'après Amici. La partie supérieure de la figure montre un faisceau contracté
Fig. 7. Faisceau musculaire des pattes de l'hydrophile observé à la lumière polarisée (d'après Brücke)
Fig. 8. Fibrille divisée en cases musculaires. D M, disques minces (cette figure répond à l'image du muscle au repos d'après Krause)
Fig. 9. Striation du faisceau primitif d'après Hensen. D M, Disque mince. S I, Strie intermédiaire occupant la partie médiane du disque épais, indiquée schématiquement par une ligne ondulée
Fig. 11. Faisceau primitif des muscles moteurs de l'aile de l'hydrophile entouré par les trachées
Fig. 12. Division des fibrilles des muscles moteurs de l'aile du xylocope
Fig. 13. Divers aspects fournis par la fibrille des muscles de l'aile de l'hydrophile à différents degrés de tension, mm, disques minces; ee, disques épais; bc, bc, bandes claires; hh, bandes claires de Hensen
Fig. 16. Faisceau musculaire primitif de la patte de l'hydrophile après macération dans l'eau
Fig. 18. A, lame de caoutchouc marquée de points; - B, la même étirée montrant l'arrangement pris par les molécules situées dans l'aire des points quand l'étirement a été dans le sens de la flèche/ Fig. 19. Coupe de cartilage diarthrodial perpendiculaire à la surface et examinée à la lumière polarisée, - les parties isotropes sont en noir pur
Fig. 20. Appareil pour l'excitation d'un muscle
Fig. 22. Schéma des 3 stades de la contraction d'après Merkel
Fig. 24. A, schéma d'un faisceau primitif strié au repos. DF, disques épais figurés par des sphères. B cl, bandes claires. EI, espaces interfibrillaires. B, schéma du même faisceau supposé contracté et maintenu en extension (mêmes indications)
Fig. 29. C, secousse de clôture. R, secousse de Rupture/ Fig. 30. Diminution de l'amplitude des secousses par la fatigue
Fig. 31. Muscles de la cuisse et gastrocnémien de la grenouille excités par une seule secousse (C. R.), clôture et rupture, et maintenance en contraction (T) par la secousse de rupture. La ligne du tétanos ne présente aucune ondulation
Fig. 32. Muscle blanc du lapin : (T), tétanos alternant avec deux secousses, clôture et rupture (C. R.) et montrant des secousses non entièrement fusionnées
Fig. 33. influence de la fatigue sur la production du tétanos électrique dans la gastronomien de la grenouille
Fig. 34. Influence de la fatigue et du refroidissement sur les muscles pâles du lapin
Fig. 35. AB, retard du muscle de grenouille frais. A'B', retard de ce même muscle fatigué (la vitesse du cylindre reste la même)
Fig. 36. Augmentation du temps perdu d'un muscle blanc sous l'influence de la fatigue
Fig. 37. Diminution du temps perdu du muscle blanc quand on augmente l'intensité du courant
Fig. 38. Schéma de l'inversion de la striation musculaire pendant la contraction (dans la théorie de Merkel)
Fig. 89. Courbes de contraction d'un muscle rouge du lapin
Fig. 40. Tétanos du muscle rouge et du muscle pâte produits par un même nombre de secousse
Fig. 42. Diminution du temps perdu par un muscle rouge fatigué quand on augmente l'intensité du courant (tracé réduit)
Fig. 43. Influence de la fatigue sur le muscle rouge. Le tétanos n'a point une amplitude proportionnelle à celle des secousses. Le muscle inexcitable par des secousses isolées, peut être tétanisé
Fig. 44. Effets de la fatigue sur le triceps huméral du lapin tracé réduit de 173
Fig. 45. Fibre musculaire de la nageoire dorsale de l'hippocampe
Fig. 46. Coupe transversale d'une portion de faisceau primitif
Fig. 47. hh', face supérieure d'une coupe; bb'sa face inférieure. Ces deux faces ont subi le gonflement par imbibition; la partie moyenne, mm', l'a éprouvé à un moindre degré
Fig. 48. Fragment d'un faisceau primitif du couturier de la grenouille (acide osmique picrocaminate, acide acétique, compression légère)
Fig. 49. Demi tendineux (Lapin). Grand adducteur (Lapin). Couturier de la grenouille; m, substance musculaire; m, noyaux; s, sarcoiemme
Fig. 50. Coupe du calcanéum d'un jeune lapin au niveau du point, etc. le tendon d'insère au cartilage
Fig. 51. C, substance musculaire divisée longitudinalement en cylindres primitifs. p, terminaison de ces cylindres. m, sarcolemme.s, le même réfléchi sur la cupule tendineuse du tendon, t
Fig. 52. Faisceau primitif d'un muscle d'hippocampe
Fig. 53. Coupe transversale d'un muscle pâle injecté. Les faisceaux primitifs enveloppés par le sarcolemme. Dans leurs intervalles les vaisseaux se distribuent en formant des mailles. La section des capillaires longitudinaux est représentée par des cercles blancs d'où partent ou non les branches transversales
Fig. 54. Vaisseaux sanguins d'un muscle rouge
Fig. 55. A, faisceau musculaire de la queue d'un têtard de grenouille rousse (du 6e au 7e jour).n, noyaux contenus dans la one protoplasmique remplie de granulations vitellines g v.m, substance striée. B. Muscle polygastrique de la queue d'un têtard de 25 jours. m, zone musculaire striée en travers et en long. c, p, cylindres primitifs contenant, englobés dans leurs intervalles, des noyaux profonds, np. n, noyaux superficiels contenus dans la zone protoplasmique granuleuse
Fig. 56. Faisceaux primitif d'un embryon de mammifère (vers le 3e mois), examiné dans le sérum fortement iodé
Fig. 57. Faisceau primitif d'embryon humain de 3 mois, affectant la forme d'une gouttière à demi ouverte
Fig. 58. Schéma du développement d'une fibre striée de grenouille (coupe transversale idéale)
Fig. 59. Coupe du calcanéum d'un jeune lapin au niveau du point où le tendon s'insère au cartilage
Fig. 60. Réseau de Purkinje du cœur du mouton
Fig. 61. Cellules musculaires du cœur de la grenouille isolées par l'alcool au tiers
Fig. 90. Faisceaux primitifs du cœur du chien
Fig. 63. Coupe transversale des faisceaux primitifs du cœur montrant la disposition des cylindres primitifs, du protoplasma et des noyaux
Fig. 64 (schématique). Dispositions diverses du noyau et des nucléoles dans les segments musculaires du cœur
Fig. 65. Coupe transversale des faisceaux primitifs du cœur, montrant la disposition des cylindres primitifs, du protoplasma et des noyaux
Fig. 66. Schéma, montrant : 1° à gauche du lecteur le faisceau musculaire cardiaque moyennement tendu; 2° à droite le même faisceau au maximum d'extension.de, Disque épais. Dm, Disque mince. s1, s2, s3. Segments d'un même disque épais
Fig. 67. Cellules névro-musculaire de l'hydre d'eau douce
Fig. 68. Muscle de la cuisse de la tortue mauresque
Fig. 69. Faisceaux primitif ramifié d'un cœur lymphatique de l'hyla-arborea
Fig. 70. Schéma figurant l'expérience de Bowditsch
Fig. 71. Grenouille verte, cœur entier, production du tétanos sous l'influence des courants d'intensité croissante
Fig. 72. Grenouille (cœur entier). Battements rythmiques normaux - en c, excitation par clôture amenant une secousse de moindre amplitude
Fig. 74 et 75. Pointe du cœur de la grenouille verte isolée par la ligature et remplie de sang
Fig. 76. Pointe du cœur de la grenouille séparée excitée par un courant induit d'intensité moyenne à secousse très-fréquentes se présentant des battements rythmes pendant huit à neuf minutes, les battements sont de moins en moins fréquents. Chaque ligne du tracé représente une minute
Fig. 77. Pointe du cœur du lapin excitée par des secousses très fréquentes et animée de battements lents et rythmés
Fig. 78. A, extrémité d'une fibre-cellule contractile; le bord de l'élément est légèrement festonné. B. Une fibre-cellule entière montrant son noyau central et la striation longitudinale
Fig. 79. A. Artériole de l'épiploon du lapin vue l'objectif mis au point de la surface. B. Artériole vue l'objectif étant abaissé de façon à montrer la coupe optique des fibres-cellules annulaires
Fig. 80. Faisceaux musculaires de l'intestin du lapin coupés en travers
Fig. 82. Contractions spontanées de l'estomac de la grenouille rousse
Fig. 83. Battements spontanés de l'oesophage de la grenouille
Fig. 84. Grenouille. Contractions spontanées de l'intestin grêle et du duodénum
Fig. 85. Grenouille. Contractions spontanées du rectum/ Fig. 86. Rondelle d'estomac de grenouille. Contractions spontanées
Fig. 87. Estomac de grenouille. Contractions spontanées de la tunique musculeuse séparée de la muqueuse
Fig. 88. Estomac de la grenouille. Contractions électriques/ Fig. 89. Excitation de l'estomac de la grenouille sur la limite du pylore et du duodénum.en 10, excitation par un courant faible, - en 5, excitation par un courant fort
Fig. 90. Grenouille; intestin grêle. La ligne supérieure du tracé montre les battements spontanés.en 5, excitation par un courant de moyenne intensité, -en 0, excitation par un courant très-fort/ Fig. 91. Duodenum.1. Contractions spontanées. 2, 3,4. Excitation par un courant croissant jusqu'au maximum d'intensité
Fig. 92. Estomac de grenouille. ch, action de la chaleur. 10, courant interrompu de force moyenne. 5, courant interrompu fort. 0, courant interrompu très fort (maximum)
Fig. 93. Cellule épithéliale à cils vibratiles c, - cils, - q, plateau strié, n, noyau. L, extrémité pointue de la cellule
Fig. 94. Cellule caliciforme expulsant son mucus par son orifice permanent
Fig. 95. Cellule épithéliale à cils vibratiles. c, cils - plateau strié, - n, noyau, -l, extrémité pointure de la cellule
Fig. 96. Cellule caliciforme expulsant son mucus par son orifice permanent
Fig. 97. Appareil enregistrer mesurant la vitesse du mouvement des cils vibratiles
Fig. 98. Appareil pour enregistre le mouvement des cils vibratiles
Fig. 99. Courbe du mouvement des cils vibratiles de l'oesophage de la grenouille
0473 - Page sans numérotation - Publications du progrès médical. Le progrès médical. Journal de médecine, de chirurgie et de pharmacie. Rédacteur en chef : Bourneville
0481 - Page sans numérotation - [Quatrième de couverture]